细胞冻存及复苏的基本原则是“慢冻快融”，这样可以大限度的保存细胞活力。目前细胞冻存多用二甲基亚砜(DMSO)作为保护剂，这两种物质能提高细胞膜对水的通透性；缓慢冷冻可使细胞内的水分渗出细胞外，减少细胞内冰晶的形成，从而减少冰晶对细胞的物理损伤。复苏细胞采用快速融化的方法可以保证细胞外结晶在很短的时间内融化，避免由于缓慢融化使水分渗入细胞内形成胞内再结晶对细胞造成损伤。
 

　　细胞冻存操作要点：
 

　　1、细胞冻存前12~24h，换新鲜培养基，使细胞一直处于对数生长期。
 

　　2、待细胞长至80%汇合时胰酶消化，用新鲜培养基吹打后制成细胞悬液，1000rpm离心10min。悬浮细胞则直接离心。
 

　　3、弃上清，加入冻存液重悬细胞沉淀，调整细胞浓度为3×106~1×107cells/mL。将细胞悬液分至冻存管内，每管1~1.5mL，拧紧盖子。在管壁上做好标记，标明细胞名称、冻存日期等。(细胞冻存液配方可为胎牛血清：培养基：DMSO=4：5：1或胎牛血清：培养基：DMSO=1：8：1或胎牛血清：DMSO=9：1，可根据各实验室实际条件调整)
 

　　4、按下列顺序依次降温：室温→4℃ 20min→-20℃ 30min→-80℃过夜→液氮保存。也可使用程序降温盒更为方便，细胞冻存管放入程序降温盒内可直接放入-80℃过夜，再转至液氮罐内。注意程序降温盒内异丙醇的量必须高于低刻度线；冻存5次后异丙醇需要跟换一次，以免影响冻存效果。
 

　　5、细胞冻存后应取出一管复苏，检测细胞的存活率。理论上细胞可在液氮内长期保存，为稳妥起见可在细胞冻存半年后复苏培养，观察细胞生长情况，再继续冻存。
 

　　细胞复苏操作要点：
 

　　1、将培养基在37℃水浴锅预热；准备一个15mL无菌的离心管，加入8mL预热培养基。
 

　　2、将冻存细胞从液氮罐中取出，快速放入37℃水浴锅中复温(可准备一洁净的烧杯，装满37℃的水，细胞冻存管取出后迅速放入烧杯内，再逐步转移到水浴锅中)。轻轻晃动冻存管，使细胞能在1~2min内*解冻，使细胞能尽快通过易受损的温度段(-5~0℃)。注意冻存管管口不能没入水中，避免引起污染。
 

　　3、用75%酒精擦拭冻存管后再置于超净台内，将管内细胞转移至准备好的离心管内，轻轻吹打液体，使细胞均匀分散，降低DMSO浓度，吹打时避免产生气泡。用新鲜培养基洗管壁2次，均转移至离心管内。
 

　　4、800rpm离心5min，弃上清，加入新鲜的培养基，吹打制成细胞悬液。
 

　　5、将细胞悬液转移至T25细胞瓶内，补加适量的培养基，轻轻晃动细胞瓶使细胞分布均匀，放入温箱内培养。
 

　　6、第二天观察细胞贴壁生长情况，换新鲜培养基以去除死细胞。继续培养，待细胞长至80~90%汇合时正常传代。一般刚复苏的细胞需经过2~3次传代，细胞活力恢复后才能进行后续的实验。
 

　　对DMSO不敏感的细胞在复苏时也可不离心，减少操作步骤，也可降低污染的几率。将解冻的细胞悬液直接转移至T25细胞瓶内，补加新鲜培养基，放入温箱内培养。但培养12~20h后必须换新鲜的培养基，移除死细胞。